Інші методи оцінки впливу радіації на організм.
Метафазний метод (Метафазний аналіз) використовується при обліку хромосомних аберацій у соматичних клітинах тварин та людини, що потребує багато часу та високої кваліфікації дослідника. Вперше став використовуватись у радіаційній генетиці. Відмінний кількісний та якісний аналіз порушень у хромосомах.
Цей метод виявляє як нестабільні хромосомні аберації - дицентрики, кільця, фрагменти, і стабільні аберації (транслокації) [10]. Найбільш розробленим та широко використовуваним методом біологічної дозиметрії (сукупність цитогенетичних тестів) є аналіз частоти нестабільних аберацій хромосом (дицентриків та центричних кілець) у лімфоцитах периферичної крові опроміненого організму. За даними Севанькаєва із співавт. Успішна оцінка індивідуальної дози цим методом можлива лише відразу після одноразового гострого опромінення або через 3-4 місяці. Це з тим, що аберратні клітини з часом поступово виводяться (елімінуються) з циркулюючої крові [12].
Метафазний метод вимагає культивування клітин за умов in vitro. Це ускладнює його застосування в екстремальних умовах і у випадках, коли необхідні відбіркові/сортувальні (скринінгові) дослідження у великих кількостях [10].
Метод флуоресцентної гібридизації in situ (FISH) – один із найбільш точних методів для виявлення опроміненості організму [4]. Метод заснований на селективному фарбуванні пар хромосом за допомогою специфічних до певних послідовностей ДНК молекулярних зондів і дозволяє порівняно швидко проаналізувати значну кількість (кілька сотень) клітин на наявність стабільних хромосомних аберацій. При цьому за допомогою фарбування центромір методика дозволяє розрізнятисиметричні обміни від дицентриків [11; 7]. FISH-метод дозволяє чітко виявити стабільні хромосомні аберації у вигляді транслокацій, що являють собою обмін ділянками між досліджуваною та іншими хромосомами, оскільки її забарвлена ділянка у флуоресцентному мікроскопі висвітлюється на інших хромосомах [11; 5].
Для визначення факту опромінення використовують бібліотеку генів кількох хромосом з наступним перерахуванням виявлених ушкоджень на весь геном. Однак такий перерахунок не завжди буває адекватним, тому що хромосоми мають різну радіочутливість за рахунок багатьох причин, у тому числі: довжина теломер, склад генів, наявність загальних та ламких сайтів тощо. Всі ці проблеми можна вирішити під час використання мультиколорного FISH методу [4].
Метод FISH вважають перспективним методом біологічної дозиметрії для оцінки величини дози у віддалені терміни після опромінення навіть за низьких рівнів радіаційного впливу [9; 7]. У мавп Macaca mulatta підтверджено збереження чіткої залежності частоти транслокацій, що індукуються, від дози опромінення через 28 років після того, як воно сталося; також ці дані підтверджують ефективну персистенцію реципрокних транслокацій в каріотипі, що може бути використане як «історичний маркер» опромінень, що мали раніше. Більше того, зіставлення даних, отриманих in vitro та in vivo, вказує на збереження частоти транслокацій, індукованих у 1965 р [31].
FISH-метод дозволяє досить ефективно аналізувати стабільні хромосомні аберації за низьких доз опромінення [9]. Використання цього методу для біодозиметрії в області високих доз (більше 1,5 Гр) може бути утруднене через те, що в частині стовбурових клітин індукуватимуть як стабільні, так і нестабільні хромосомні аберації.Клітини, що містять обидва типи цих аберацій, репродуктивно гинуть через наявність у них нестабільних аберацій. При цьому з аналізу зникає частина стабільних аберацій, що містяться в цих клітинах, що призведе до відносного зниження їх частоти в лімфоцитах периферичної крові, в результаті чого і ретроспективна оцінка дози буде менш надійна.
Але на сьогоднішній день ймовірність участі різних хромосом у освіті стабільних аберацій вивчена не до кінця. Поки не можна повністю виключити можливість формування клонових аберацій у опромінених організмів та можливості більш частої або, навпаки, більш рідкісної участі певних хромосом у формуванні стабільних хромосомних аберацій. Отже, використання методу FISH при перерахуванні частоти стабільних аберацій на весь каріотип можливе завищення або, навпаки, заниження частоти цих аберацій в порівнянні з реальною частотою. Відповідно, це призведе до завищення або заниження оцінки дози.
З усіх видів аберацій хромосом для цілей діагностики радіаційних уражень найчастіше використовується підрахунок дицентриків, ацентричних фрагментів та центричних кілець. Біологічна дозиметрія щодо аберацій хромосом у культурі лімфоцитів дає достовірну інформацію у випадках щодо рівномірного опромінення [5; 8]. При нерівномірному вплив з перепадом дози більш ніж у 2 – 3 рази інформативність показника знижується. Разом з тим нерівномірність опромінення може бути оцінена характером розподілу дицентриків по клітинах і при зіставленні даних, отриманих за допомогою різних цитогенетичних показників [5].
Так, навіть при ранньому цитогенетичному аналізі, що виключає елімінацію аберацій хромосом внаслідок загибелі клітин, на дозовій кривій у діапазоні малих дозвід 0,1 - 0,2 Гр до 0,5 Гр розкид індивідуальних значень настільки великий, що встановлення дози опромінення стає складною проблемою. Разом з тим, є дані про тривале збереження хромосомних аберацій у лімфоцитах периферичної крові у професіоналів, що працюють з джерелами іонізуючого випромінювання. Проте ретроспективну оцінку індивідуальних доз провести не вдається [6].
Якщо порівнювати дозові криві залежності числа хромосомних аберацій і мікроядер при тому самому радіаційному впливі, стає очевидним їх схожість. Однак, кореляційний аналіз цих показників у тих самих осіб виявляє коефіцієнт кореляції, що не перевищує 0,55, що в свою чергу свідчить про різну природу виникнення мікроядер і хромосомних аберацій [3].
Таким чином, суттєва міжіндивідуальна варіабельність як спонтанної частоти, так і радіочутливості індивідуумів робить зазначену вище перевагу мікроядерного тесту сумнівною для цілей біодозиметрії, тобто. мікроядерний тест містить ті самі недоліки, властиві традиційному цитогенетичному методу [11].
У свою чергу для проведення мікроядерного тесту не потрібна велика підготовка персоналу, а визначення може бути автоматизовано. Перспективною є оцінка виходу мікроядер у опромінених популяціях клітин та їх нащадків. Використання мікроядерного тесту при дослідженні на організм мутагенних і канцерогенних препаратів обумовлюється простотою і стабільністю результатів, отриманих цим методом, порівняно з методом хромосомного аналізу.